Подсолнечник является важнейшей масличной культурой во многих регионах мира благодаря широкой адаптивности к различным агроклиматическим условиям и типам почв, высокому качеству масла, содержанию белка. Доступность цитоплазматической мужской стерильности (ЦМС), наряду с источниками восстановления фертильности, привела к использованию гетерозисных гибридов в качестве основной технологии возделывания подсолнечника для промышленных целей. К задачам гетерозисной селекции подсолнечника относится создание гибридов, обладающих высокой продуктивностью и комплексной устойчивостью к биотическим и абиотическим стрессовым факторам. Почти все коммерческие гибриды подсолнечника основаны на одном типе ЦМС - PET1, что обусловливает их высокую генетическую однородность и уязвимость к воздействию меняющихся условий среды. Расширение генетического разнообразия родительских линий и выявление альтернативных систем ЦМС- Rf, а также разработка и апробация молекулярных маркеров, сцепленных с генами-восстановителями фертильности и специфичных для различных типов цитоплазм, считаются одной из актуальных задач для развития технологии гибридной селекции подсолнечника. Данный обзор посвящен рассмотрению теоретических и практических вопросов, связанных с использованием системы ЦМС- Rf в селекции подсолнечника, молекулярно-генетических основ признаков мужской стерильности и восстановления фертильности, и достижений в области молекулярного маркирования данных признаков.
Предпросмотр статьи
Идентификаторы и классификаторы
Подсолнечник Helianthus annuus L. является одной из основных масличных культур во всем мире и главной – в Российской Федерации. Он был одомашнен в Северной Америке около 4000–5000 лет назад, но в России как масличная культура был выведен в первой половине ХХ в., когда в селекционных программах В. С. Пустовойта содержание масла в семенах подсолнечника было увеличено с 25–30 до 45–50 % (Пустовойт, 1971). Так, в 1958 г. был создан сорт Передовик с содержанием масла более 50 %, который в числе других сортов послужил основой для селекции высокомасличных и высокоурожайных сортов во многих странах (Fick, Miller, 1997). По объему производства подсолнечное масло занимает четвертое место после пальмового, соевого и рапсового, на его долю приходится 12 % мирового производства растительных масел (Rauf et al., 2017). Хорошая адаптация подсолнечника к различным климатическим и почвенным условиям способствовала его возделыванию в качестве масличного растения во многих регионах мира (Forleo et al., 2018), но основные площади возделывания подсолнечника находятся в Российской Федерации, Украине и Аргентине (Food and Agriculture Organization of the United Nations, 2024).
Список литературы
1. Анисимова И.Н., Карабицина Ю.И., Алпатьева Н.В., Кузнецова Е.Б., Титов Н.В., Лютко А.Ю., Гаврилова В.А. Диагностическая ценность молекулярных маркеров гена Rf1 подсолнечника. Биотехнология и селекция растений. 2021;4(2):28-37. DOI: 10.30901/2658-6266-2021-2-o3 EDN: ZWLZNN
Anisimova I.N., Karabitsina Yu.I., Alpatieva N.V., Kuznetsova E.B., Titov N.V., Lyutko A.Yu., Gavrilova V.A. Diagnostic value of Rf1 gene molecular markers in sunflower. Biotehnologiya i Selektsiya Rastenij = Plant Biotechnol. Breed. 2021;4(2):28-37. 10.30901/2658-6266-2021-2-o3 (in Russian). DOI: 10.30901/2658-6266-2021-2-o3(inRussian) EDN: ZWLZNN
2. Бочковой А.Д., Хатнянский В.И., Камардин В.А. Типы гибридов подсолнечника и особенности их использования в условиях Российской Федерации (обзор). Масличные культуры. 2019;1(177):110-123.
Bochkovoy A.D., Khatnyansky V.I., Kamardin V.A. Types of sunflower hybrids and features of their use in conditions of the Russian Federation (review). Maslichnye Kultury = Oil Crops. 2019;1(177):110-123 (in Russian). EDN: DBFEYJ
3. Бочковой А.Д., Хатнянский В.И., Камардин В.А., Назаров Д.А. Эффективность отбора самофертильных биотипов в звеньях первичного семеноводства сортов подсолнечника. Масличные культуры. 2021;1(185):10-17. Х-2021-1-185-10-17. DOI: 10.25230/2412-608
Bochkovoy A.D., Khatnyansky V.I., Kamardin V.A., Nazarov D.A. Efficiency of selection of self-fertile sunflower biotypes in production of foundation and breeder seeds. Maslichnye Kultury = Oil Crops. 2021;1(185):10-17. Х-2021-1-185-10-17 (in Russian). DOI: 10.25230/2412-608 EDN: UMMILN
4. Гаврилова В.А., Рожкова В.Т. Доноры восстановления фертильности пыльцы линий ЦМС подсолнечника для гетерозисной селекции. В: Идентифицированный генофонд растений и селекция. СПб.: ВИР, 2005;378-390. EDN: XXUJIB
Gavrilova V.A., Rozhkova V.T. Donors of pollen fertility restoration of sunflower CMS lines for heterosis breeding. In: Identified Plant Gene Pool and Breeding. St. Petersburg: VIR Publ., 2005;378-390 (in Russian).
5. Гриднев А.К. Влияние уровня генетической чистоты семян на урожайные и технологические свойства гибридов подсолнечника. Масличные культуры. 2008;2(139):7-10.
Gridnev A.K. Influence of the level of genetic purity of seeds on the yield and technological properties of sunflower hybrids. Maslichnye Kultury = Oil Crops. 2008;2(139):7-10 (in Russian). EDN: KHNBFD
6. Гучетль C.3., Челюстникова T.A., Рамазанова С.А., Антонова Т.С. Молекулярно-генетическая характеристика инбредных линий подсолнечника по изоферментным маркерам и ДНК профилям. Масличные культуры. 2004;2(131):42-46.
Guchetl S.Z., Chelyustnikova T.A., Ramazanova S.A., Antonova T.S. Molecular genetic characterization of sunflower inbred lines by isoenzyme markers and DNA profiles. Maslichnye Kultury = Oil Crops. 2004;2(131):42-46 (in Russian). EDN: RVMOKP
7. Морозов В.К. Методы селекции подсолнечника. В: Селекция подсолнечника в СССР. М.: Пищепромиздат, 1947;167-245.
Morozov V.K. Methods of sunflower breeding. In: Sunflower Breeding in the USSR. Moscow: Pishchepromizdat Publ., 1947;167-245 (in Russian).
8. Пасько Н.М. Завязываемость семян при межсортовых скрещиваниях топинамбура. Научные труды Майкопской опытной станции ВИР. 1973;7:78-91.
Pasko N.M. Seed setting during intersort crossings of topinambur. Scientific Works of the Maikop Experimental Station VIR. 1973;7:78-91 (in Russian).
9. Пустовойт В.С. Селекция и семеноводство подсолнечника. Вестник сельскохозяйственной науки. 1971;3:55-61.
Pustovoit V.S. Sunflower breeding and seed production. Vestnik Selskokhozyastvennoj Nauki = Bulletin of Agricultural Science. 1971;3:55-61 (in Russian).
10. Пустовойт Г.В., Слюсарь Э.Л. Использование диких видов Helianthus в селекции. Бюллетень ВИР. 1977;69:11-19.
Pustovoit G.V., Slyusar E.L. The use of wild Helianthus species in breeding. Bulletin of VIR. 1977;69:11-19 (in Russian).
11. Пустовойт Г.В., Слюсарь Э.Л. Пути создания устойчивых к ржавчине сортов подсолнечника. В: Селекция и семеноводство. М.: Колос, 1982;9-11.
Pustovoit G.V., Slyusar E.L. Ways to create rust-resistant sunflower varieties. In: Breeding and Seed Production. Moscow: Kolos Publ., 1982;9-11 (in Russian).
12. Таволжанский Н.П. Теория и практика создания гибридов подсолнечника в современных условиях: Автореф. дис. … д-ра сельскохозяйственных наук. Белгород, 2000.
Tavolzhansky N.P. Theory and Practice of Sunflower Hybrids Development in Modern Conditions. Abstract of thesis … Doctor of agricultural sciences. Belgorod, 2000 (in Russian).
13. Ткаченко П.И., Литвиненко В.А., Матиенко А.Ф., Бочковой А.Д. Методика и техника селекционного процесса. В: Биология, селекция и возделывание подсолнечника. М.: Агропромиздат, 1991;142-160.
Tkachenko P.I., Litvinenko V.A., Matienko A.F., Bochkovoy A.D. Methods and techniques of the breeding process. In: Biology, Breeding and Cultivation of Sunflower. Moscow: Agropromizdat Publ., 1991;142-160 (in Russian).
14. Усатов А.В., Тихонова М.А., Гаврилова В.А., Рожкова В.Т., Маркин Н.В. Получение гетерозисных гибридов на основе новых ЦМС линий подсолнечника. Масличные культуры. 2010;1(142-143):19-23.
Usatov A.V., Tikhonova M.A., Gavrilova V.A., Rozhkova V.T., Markin N.V. Obtaining heterotic hybrids based on new CMS sunflower lines. Maslichnye Kultury = Oil Crops. 2010;1(142-143):19-23 (in Russian). EDN: MSLRND
15. Челюстникова Т.А., Гучетль С.З., Антонова Т.С. Применение молекулярных маркеров для идентификации ЦМС-Rf системы в родительских линиях гибридов подсолнечника. Масличные культуры. 2017;4(172):3-9.
Chelyustnikova T.A., Guchetl S.Z., Antonova T.S. Usage of molecular markers for identification of CMS-Rf system in parental lines of sunflower hybrids. Maslichnye Kultury = Oil Crops. 2017;4(172):3-9 (in Russian). EDN: YOBZDY
16. Abratti G., Bazzalo M.E., León A. Mapping a novel fertility restoration gene in sunflower. In: Proceedings of 17th International Sunflower Conference, 8-12 June 2008, Córdoba, Spain. Consejería de Agricultura y Pesca, 2008;617-621.
17. Arshi Y. Self-fertility percentage in different sunflower varieties. In: Proceedings of 12th International Sunflower Conference, Novi Sad, Yugoslavia. 1988;498-500.
18. Azarin K., Usatov A., Kasianova A., Makarenko M., Gavrilova V. Origin of CMS-PET1 cytotype in cultivated sunflower: a new insight. Gene. 2023;888:147801. DOI: 10.1016/j.gene.2023.147801 EDN: LOFBST
19. Badouin H., Gouzy J., Grassa C.J., Murat F., Staton S.E., Cottret L., Lelandais-Brière C., Owens G.L., Carrère S., Mayjonade B., … Mangin B., Burke J.M., Salse J., Muños S., Vincourt P., Rieseberg L.H., Langlade N.B. The sunflower genome provides insights into oil metabolism, flowering and Asterid evolution. Nature. 2017;546(7656):148-152. DOI: 10.1038/nature22380
20. Balk J., Leaver C.J. The PET1-CMS mitochondrial mutation in sunflower is associated with premature programmed cell death and cytochrome c release. Plant Cell. 2001;13(8):1803-1818. DOI: 10.1105/TPC.010116
21. Bohra A., Jha U.C., Adhimoolam P., Bisht D., Singh N.P. Cytoplasmic male sterility (CMS) in hybrid breeding in field crops. Plant Cell Rep. 2016;35(5):967-993. DOI: 10.1007/s00299-016-1949-3 EDN: WUTOOP
22. Brewer G.J., Charlet L.D. Mechanisms of resistance to the red sunflower seed weevil in sunflower accessions. Crop Prot. 1995;14(6):501-503. DOI: 10.1016/0261-2194(95)00033-I EDN: APGGMZ
23. Budar F., Touzet P., De Paepe R. The nucleo-mitochondrial conflict in cytoplasmic male sterilities revisited. Genetica. 2003;117(1):3-16. DOI 10.1023/A:1022381016145. EDN: EQGRVN
24. Carvalho C.G.P., Toledo J.F.F. Extracting female inbred lines from commercial sunflower hybrids. Pesqui. Agropecu. Bras. 2008;43(9):1159-1162. DOI: 10.1590/S0100-204X2008000900009
25. Chen L., Liu Y.G. Male sterility and fertility restoration in crops. Annu. Rev. Plant Biol. 2014;65:579-606. DOI: 10.1146/annurev-arplant-050213-040119
26. Chen Z., Zhao N., Li S., Grover C.E., Nie H., Wendel J.F., Hua J. Plant mitochondrial genome evolution and cytoplasmic male sterility. Crit. Rev. Plant Sci. 2017;36(1):55-69. DOI: 10.1080/07352689.2017.1327762
27. Dahan J., Mireau H. The Rf and Rf-like PPR in higher plants, a fastevolving subclass of PPR genes. RNA Biol. 2013;10(9):1469-1476. DOI: 10.4161/rna.25568
28. Davey M.R., Jan M. Sunflower (Helianthus annuus L.): genetic improvement using conventional and in vitro technologies. J. Crop Improv. 2010;24(4):349-391. DOI: 10.1080/15427528.2010.500874 EDN: NZEMIH
29. De la Canal L., Crouzillat D., Quetier F., Ledoigt G. A transcriptional alteration on the atp9 gene is associated with a sunflower male-sterile cytoplasm. Theor. Appl. Genet. 2001;102:1185-1189. EDN: ATAFZZ
30. Dimitrijevic A., Horn R. Sunflower hybrid breeding: from markers to genomic selection. Front. Plant Sci. 2018;8:2238. DOI: 10.3389/fpls.2017.02238 EDN: VEPJSN
31. Farinati S., Draga S., Betto A., Palumbo F., Vannozzi A., Lucchin M., Barcaccia G. Current insights and advances into plant male sterility: new precision breeding technology based on genome editing applications. Front. Plant Sci. 2023;14:1223861. DOI: 10.3389/fpls.2023.1223861 EDN: ZYSUUY
32. Feng J., Jan C.C. Introgression and molecular tagging of Rf4, a new male fertility restoration gene from wild sunflower Helianthus maximiliani L. Theor. Appl. Genet. 2008;117:241-249. DOI: 10.1007/s00122-008-0769-4 EDN: SNDEJF
33. Fernández-Martínez J.M., Pérez-Vich B., Velasco L. Sunflower. In: Vollmann J., Rajcan I. (Eds.) Oil Crops. Handbook of Plant Breeding. Vol. 4. New York: Springer, 2009;155-232. DOI: 10.1007/978-0-387-77594-4_6
34. Fick G.N. Breeding and genetics. In: Carter J.F. (Ed.) Sunflower Science and Technology. Agronomy Monograph. Vol. 19. American Society of Agronomy, 1978a;279-338. DOI: 10.2134/agronmonogr19.c9
35. Fick G.N. Selection for self-fertility and oil percentage in development of sunflower hybrids. In: Proceedings of 8th International Sunflower Conference, USA, Minneapolis, 1978b;418-420.
36. Fick G.N., Miller J.F. Sunflower breeding. In: Schneiter A.A. (Ed.) Sunflower Production and Technology. Agronomy Monograph. Vol. 35. Soil Science Society of America, 1997;395-439. 10.2134/agron monogr35.c8. DOI: 10.2134/agronmonogr35.c8
37. Food and Agriculture Organization of the United Nations. Crops and livestock products. https://www.fao.org/faostat/en/#data/QCL/visualize (Date of access: 24.01.2024).
38. Forleo M.B., Palmieri N., Suardi A., Coaloa D., Pari L. The eco-efficiency of rapeseed and sunflower cultivation in Italy. Joining environmental and economic assessment. J. Cleaner Prod. 2018;172:3138-3153. DOI: 10.1016/j.jclepro.2017.11.094 EDN: VDFDEI
39. Gaborieau L., Brown G.G., Mireau H. The propensity of pentatricopeptide repeat genes to evolve into restorers of cytoplasmic male sterility. Front. Plant Sci. 2016;7:1816. DOI: 10.3389/fpls.2016.01816
40. Garayalde A.F., Presotto A., Carrera A., Poverene M., Cantamutto M. Characterization of a new male sterility source identified in an invasive biotype of Helianthus annuus (L.). Euphytica. 2015;206:579-595. DOI: 10.1007/s10681-015-1456-6 EDN: VMRXXS
41. Gentzbittel L., Mestries E., Mouzeyar S., Mazeyrat F., Badaoui S., Vear F., Tourvieille de Labrouhe D., Nicolas P. A composite map of expressed sequences and phenotypic traits of the sunflower (Helianthus annuus L.) genome. Theor. Appl. Genet. 1999;99:218-234. DOI: 10.1007/s001220051228 EDN: AVWETD
42. Gill K.S. Male sterility and its utilization in heterosis breeding. In: Heterosis Breeding in Crop Plants - Theory and Application. Ludhiana (India): Punjab Agricultural University, 1993.
43. Goryunov D.V., Anisimova I.N., Gavrilova V.A., Chernova A.I., Sotnikova E.A., Martynova E.U., Boldyrev S.V., Ayupova A.F., Gubaev R.F., Mazin P.V., Gurchenko E.A., Shumskiy A.A., Petrova D.A., Garkusha S.V., Mukhina Z.M., Benko N.I., Demurin Y.N., Khaitovich Ph.E., Goryunova S.V. Association mapping of fertility restorer gene for CMS PET1 in sunflower. Agronomy. 2019;9(2):49. DOI: 10.3390/agronomy9020049 EDN: WOVSDG
44. Havekes F.W.J., Miller J.F., Jan C.C. Diversity among sources of cytoplasmic male sterility in sunflower (Helianthus annuus L.). Euphytica. 1991;55:125-129. DOI: 10.1007/BF00025224 EDN: VBKSQZ
45. Horn R. Molecular diversity of male sterility inducing and male-fertile cytoplasms in the genus Helianthus. Theor. Appl. Genet. 2002;104:562-570. DOI: 10.1007/s00122-001-0771-6 EDN: AVBCCX
46. Horn R., Friedt W. Fertility restoration of new CMS sources in sunflower. Plant Breed. 1997;116:317-322. DOI: 10.1111/j.1439-0523.1997.tb01005.x
47. Horn R., Köhler R.H., Zetsche K. A mitochondrial 16 kDa protein is associated with cytoplasmic male sterility in sunflower. Plant Mol. Biol. 1991;17(1):29-36. DOI: 10.1007/BF00036803 EDN: EZZJND
48. Horn R., Kusterer B., Lazarescu E., Prüfe M., Friedt W. Molecular mapping of the Rf1 gene restoring pollen fertility in PET1-based F1 hybrids in sunflower (Helianthus annuus L.). Theor. Appl. Genet. 2003;106:599-606. DOI: 10.1007/s00122-002-1078-y EDN: XOWHXF
49. Horn R., Gupta K.J., Colombo N. Mitochondrion role in molecular basis of cytoplasmic male sterility. Mitochondrion. 2014;19:198-205. DOI: 10.1016/j.mito.2014.04.004
50. Horn R., Radanovic A., Fuhrmann L., Sprycha Y., Hamrit S., Jockovic M., Miladinovic D., Jansen C. Development and validation of markers for the fertility restorer gene Rf1 in sunflower. Int. J. Mol. Sci. 2019;20:1260. DOI: 10.3390/ijms20061260 EDN: DWVICV
51. Jan C.C. Chromosome doubling of wild × cultivated sunflower interspecific hybrids and its direct effect on backcross success. In: Proceedings of 12th International Sunflower Conference, Novi Sad, Yugoslavia, 1988;287-292.
52. Jan C.C. In search of cytoplasmic male-sterility and fertility restoration genes in wild Helianthus species. In: Proceedings Sunflower Research Workshop, Fargo, 8-9 January 1990. Bismarck, ND: National Sunflower Association, 1990;3-5.
53. Jan C.C. Cytology and interspecific hybridization. In: Schneiter A.A. (Ed.) Sunflower Production and Technology. Agronomy Monograph. Vol. 35. Soil Science Society of America, 1997;497-558. DOI: 10.2134/agronmonogr35.c10
54. Jan C.C. Cytoplasmic male sterility in two wild Helianthus annuus L. accessions and their fertility restoration. Crop Sci. 2000;40:1535-1538. DOI: 10.2135/cropsci2
55. Jan C.C. Silencing of fertility restoration genes in sunflower. Helia. 2003;26(39):1-6. DOI: 10.2298/HEL0339001J
56. Jan C.C. A new CMS source from Helianthus giganteus and its fertility restoration genes from interspecific amphiploids. In: Proceedings of 16th International Sunflower Conference. Fargo, ND, 2004;709-712.
57. Jan C.C., Fernández-Martínez J.M. Interspecific hybridization, gene transfer, and the development of resistance to broomrape race F in Spain. Helia. 2002;36:123-136. DOI: 10.2298/HEL0236123J
58. Jan C.C., Rutger J.N. Mitomycin C- and streptomycin-induced male sterility in cultivated sunflower. Crop Sci. 1988;28(5):792-795. DOI: 10.2135/cropsci1988.0011183X002800050014x
59. Jan C.C., Vick B.A. Inheritance and allelic relationships of fertility restoration genes for seven new sources of male-sterile cytoplasm in sunflower. Plant Breed. 2007;126:213-217. DOI: 10.1111/j.1439-0523.2007.01350.x
60. Jan C.C., Seiler G.J., Hammond J.J. Effect of wild Helianthus cytoplasms on agronomic and oil characteristics of cultivated sunflower (Helianthus annuus L.). Plant Breed. 2014;133(2):262-267. DOI: 10.1111/pbr.12151
61. Jocic S., Miladinovic D., Kaya Y. Breeding and genetics of sunflower. In: Sunflower: Chemistry, Production, Processing, and Utilization. Urbana, IL: AOCS, 2015;1-26. DOI: 10.1016/B978-1-893997-94-3.50007-6
62. Kantar M.B., Sosa C.C., Khoury C.K., Castañeda-Álvarez N.P., Achicanoy H.A., Bernau V., Rieseberg L.H. Ecogeography and utility to plant breeding of the crop wild relatives of sunflower (Helianthus annuus L.). Front. Plant Sci. 2015;6:841. DOI: 10.3389/fpls.2015.00841
63. Kaul M.L.H. Male Sterility in Higher Plants (Monograph on theoretical and applied genetics; 10). Berlin; Heidelberg: Springer-Verlag, 1988;248-257.
64. Kinman M.L. New development in the USDA and state experiment station sunflower breeding programs. In: Proceedings of the 4th International Sunflower Conference. Paris: International Sunflower Association, 1970;181-183.
65. Korell M., Mösges G., Friedt W. Construction of a sunflower pedigree map. Helia. 1992;15:7-16.
66. Kusterer B., Horn R., Friedt W. Molecular mapping of the fertility restoration locus Rf1 in sunflower and development of diagnostic markers for the restorer gene. Euphytica. 2005;143:35-43. DOI: 10.1007/s10681-005-1795-9 EDN: IVTHQQ
67. Laver H.K., Reynolds S.J., Moneger F., Leaver C.J. Mitochondrial genome organization and expression associated with cytoplasmic male sterility in sunflower (Helianthus annuus). Plant J. 1991;1(2):185-193. DOI: 10.1111/j.1365-313x.1991.00185.x EDN: ETVCQZ
68. Leclercq P. Une sterilité mâle cytoplasmique chez le tournesol. Ann. Amelior. Plant. 1969;19:99-106.
69. Liu Z., Mulpuri S., Feng J., Vick B.A., Jan C.C. Molecular mapping of the Rf3 fertility restoration gene to facilitate its utilization in breeding confection sunflower. Mol. Breeding. 2012;29:275-284. DOI: 10.1007/s11032-011-9563-0 EDN: ENECHM
70. Liu Z., Wang D.M., Feng J., Seiler G.J., Cai X., Jan C.C. Diversifying sunflower germplasm by integration and mapping of a novel male fertility restoration gene. Genetics. 2013;193:727-737. DOI: 10.1534/genetics.112.146092
71. Liu Z., Cai X., Seiler G.J., Jan C.C. Interspecific amphiploid-derived alloplasmic male sterility with defective anthers, narrow disc florets, and small ray flowers in sunflower. Plant Breed. 2014;133(6):742-747. DOI: 10.1111/pbr.12216
72. Liu Z., Wang H., Jan C.C. Additional Rf genes for CMS GIG2 and their molecular mapping. In: Proceeding of 38th Sunflower Research Workshop, 12-13 Jan. National Sunflower Association, Fargo ND, 2016. [https://www.sunflowernsa.com/uploads/research/1298/2016NSARfgenemappingposter-Liu-final.pdf ].
73. Liu Z., Zhang L., Seiler G.J., Jan C.C. Molecular mapping of the Rf9 gene from RCMG 1 for CMS ANN3 derived from wild sunflower (Helianthus annuus L.). Euphytica. 2023;219:46. DOI: 10.1007/s10681-023-03176-3 EDN: GJCUMX
74. López-Pereira M., Sadras V.O., Trápani N. Genetic improvement of sunflower in Argentina between 1930 and 1995. I. Yield and its components. Field Crops Res. 1999;62:157-166. DOI: 10.1016/S0378-4290(99)00015-5 EDN: ADAWEP
75. Luo D.P., Xu H., Liu Z.L., Guo J.X., Li H.Y., Chen L.T., Fang C., Zhang Q.Y., Bai M., Yao N., Wu H., Wu H., Ji C.H., Zheng H.Q., Chen Y.L., Ye S., Li X.Y., Zhao X.C., Li R.Q., Liu Y.G. A detrimental mitochondrial-nuclear interaction causes cytoplasmic male sterility in rice. Nat. Genet. 2013;45(5):573-577. DOI: 10.1038/ng.2570
76. Ma G., Long Y., Song Q., Talukder Z.I., Shamimuzzaman M., Qi L. Map and sequence-based chromosome walking towards cloning of the male fertility restoration gene Rf5 linked to R11 in sunflower. Sci. Rep. 2021;11(1):777. DOI: 10.1038/s41598-020-80659-6 EDN: HKUBBI
77. Makarenko M.S., Kornienko I.V., Azarin K.V., Usatov A.V., Logacheva M.D., Markin N.V., Gavrilova V.A. Mitochondrial genomes organization in alloplasmic lines of sunflower (Helianthus annuus L.) with various types of cytoplasmic male sterility. Peer J. 2018;6:e5266. DOI: 10.7717/peerj.5266 EDN: YCAYUX
78. Makarenko M.S., Usatov A.V., Tatarinova T.V., Azarin K.V., Logacheva M.D., Gavrilova V.A., Horn R. Characterization of the mitochondrial genome of the MAX1 type of cytoplasmic male-sterile sunflower. BMC Plant Biol. 2019a;19(Suppl.1):51. DOI: 10.1186/s12870-019-1637-x
79. Makarenko M.S., Usatov A.V., Tatarinova T.V., Azarin K.V., Logacheva M.D., Gavrilova V.A., Kornienko I.V., Horn R. Organization features of the mitochondrial genome of sunflower (Helianthus annuus L.) with ANN2-type male-sterile cytoplasm. Plants. 2019b;8:439. DOI: 10.3390/plants8110439 EDN: DCWIJO
80. Mandel J.R., Nambeesan S., Bowers J.E., Marek L.F., Ebert D., Rieseberg L.H., Knapp S.J., Burke J.M. Association mapping and the genomic consequences of selection in sunflower. PloS Genet. 2013;9(3):e1003378. DOI: 10.1371/journal.pgen.1003378
81. Markin N., Usatov A., Makarenko M., Azarin K., Gorbachenko O., Kolokolova N., Usatenko T., Markina O., Gavrilova V. Study of informative DNA markers of the Rf1 gene in sunflower for breeding practice. Plant Breed. 2017;53:69-75. DOI: 10.17221/108/2016-CJGPB EDN: YTLBYZ
82. Meena H.P., Sujatha M., Varaprasad K.S. Achievements and bottlenecks of heterosis breeding of sunflower (Helianthus annuus L.) in India. Indian J. Genet. 2013;73(2):123-130. DOI: 10.5958/j.0975-6906.73.2.019
83. Miladinovic D., Kovacevic B., Dimitrijevic A., Imerovski I., Jocic S., Cvejic S., Miklic V. Towards dihaploid production in sunflower - selection of regeneration medium. In: Proceedings of the 18th International Sunflower Conference, Mar del Plata, Argentina, 27 February - 1 March 2012. International Sunflower Association, 2012;674-677.
84. Miller J.F. Sunflower. In: Fehr W.R. (Ed.) Principles of Cultivar Development. New York: Macmillan Publ. Co., 1987;626-668.
85. Miller J.F., Wolf S.L. Registration of three cytoplasmic male sterile and three restorer sunflower germplasm lines. Crop Sci. 1991;31(2):500. DOI: 10.2135/cropsci1991.0011183X003100020087x
86. Miller J.F., Gulya T.J., Vick B.A. Registration of imidazoline herbicide-resistant maintainer (HA 442) and fertility restorer (RHA 443) oilseed sunflower germplasms. Crop Sci. 2006;46:483-484.
87. Monéger F., Smart C.J., Leaver C.J. Nuclear restoration of cytoplasmic male sterility in sunflower is associated with the tissue-specific regulation of a novel mitochondrial gene. EMBO J. 1994;13(1):8-17. DOI: 10.1002/j.1460-2075.1994.tb06230.x
88. Nooryazdan H., Serieys H., Baciliéri R., David J., Bervillé A. Structure of wild annual sunflower (Helianthus annuus L.) accessions based on agro-morphological traits. Genet. Resour. Crop Evol. 2010;57:27-39. DOI: 10.1007/s10722-009-9448-9 EDN: ZCATWD
89. Postel Z., Touzet P. Cytonuclear genetic incompatibilities in plant speciation. Plants. 2020;9(4):E487. DOI: 10.3390/plants9040487 EDN: FOQCWA
90. Putt E.D. The value of hybrids and synthetics in sunflower seed production. Can. J. Plant Sci. 1962;42:488-500. DOI: 10.4141/cjps62-077
91. Putt E.D. History and present world status. In: Carter J.F. (Ed.) Sunflower Science and Technology. Madison, WI: ASA, 1978;1-25.
92. Qi L.L., Seiler G.J., Vick B.A., Gulya T.J. Genetics and mapping of the R11 gene conferring resistance to recently emerged rust races, tightly linked to male fertility restoration, in sunflower (Helianthus annuus L.). Theor. Appl. Genet. 2012;125(5):921-932. DOI: 10.1007/s00122-012-1883-x
93. Radanović A., Sprycha Y., Jocković M., Sundt M., Miladinović D., Jansen C., Horn R. KASP markers specific for the fertility restorer locus Rf1 and application for genetic purity testing in sunflowers (Helianthus annuus L.). Genes. 2022;13(3):465. DOI: 10.3390/genes13030465 EDN: NXXQYK
94. Rajanna M.P., Seetharam A., Virupakshapp K. Stability of male sterility in diverse cyto-sterile sources of sunflower (Helianthus annuus L.). J. Oilseed Res. 1998;15(1):46-49.
95. Rauf S., Jamil N., Tariq S.A., Khan M., Kausar M., Kaya Y. Progress in modification of sunflower oil to expand its industrial value. J. Sci. Food Agric. 2017;97(7):1997-2006. DOI: 10.1002/jsfa.8214 EDN: YGCFPU
96. Reddemann A., Horn R. Recombination events involving the atp9 gene are associated with male sterility of CMS PET2 in sunflower. Int. J. Mol. Sci. 2018;19:806. DOI: 10.3390/ijms19030806
97. Reif J.C., Mallauer A.R., Melchinger A.E. Heterosis and heterotic patterns in maize. Maydica. 2005;50(3):215-223.
98. Rieseberg L.H. Hybrid origins of plant species. Ann. Rev. Ecol. Syst. 1997;28:359-389. DOI: 10.1146/annurev.ecolsys.28.1.359
99. Rieseberg L.H., Wendel J.F. lntrogression and its consequences in plants. In: Hybrid Zones and the Evolutionary Process. Ch. 4. Oxford University Press, 1993;70-109.
100. Rieseberg L.H., Blackman B.K. Speciation genes in plants. Ann. Bot. 2010;106(3):439-455. DOI: 10.1093/aob/mcq126
101. Sadras V.O., Trápani N., Pereyra V.R., López-Pereira M., Quiroz F., Mortarini M. Intraspecific competition and fungal diseases as sources of variation in sunflower yield. Field Crops Res. 2000;67(1):51-58. DOI: 10.1016/S0378-4290(00)00083-6 EDN: AFMPFH
102. Sajer O., Schirmak U., Hamrit S., Horn R. Mapping of the new fertility restorer gene Rf-PET2 close to Rf1 on linkage group 13 in sunflower (Helianthus annuus L.). Genes. 2020;11:269. DOI: 10.3390/genes11030269 EDN: CCYARG
103. Schilling E.E., Heiser C.B. Infrageneric classification of Helianthus (Compositae). Taxon. 1981;30(2):393-403. DOI: 10.2307/1220139
104. Schnabel U., Engelmann U., Horn R. Development of markers for the use of the PEF1 cytoplasm in sunflower hybrid breeding. Plant Breed. 2008;127(6):587-591. DOI: 10.1111/j.1439-0523.2008.01516.x EDN: YAXTVR
105. Schuster W., Friedt W. Results and trends in breeding and cultivation of sunflower (Helianthus annuus L.) in West Germany. Helia. 1988;11:85-91.
106. Seiler G.J. The potential of wild sunflower species for industrial uses. Helia. 2007;30(46):175-198.
107. Seiler G.J. Utilization of wild Helianthus species in breeding for disease resistance. In: Proceedings of the International Sunflower Association (ISA) Symposium “Sunflower Breeding on Resistance to Diseases”. Krasnodar, Russia, 2010;36-50.
108. Seiler G.J., Qi L.L., Marek L.F. Utilization of sunflower crop wild relatives for cultivated sunflower improvement. Crop Sci. 2017;57:1083-1101. DOI: 10.2135/cropsci2016.10.0856 EDN: VCSHAG
109. Serieys H. Report on the past activities of the FAO working group: identification, study and utilization in breeding programmes of new CMS sources for the period 1991-1993. Helia. 1994;17(22):93-102.
110. Serieys H. Identification, study and utilization in breeding programs of new CMS sources in the FAO subnetwork. In: Proceedings of the Sunflower Subnetwork Progress Report. Rome: FAO, 2005;47-53.
111. Sivolapova A.B., Polivanova O.B., Goryunov D.V., Chebanova Y.V., Fedorova A.V., Sotnikova E.A., Karabitsina Y.I., Benko N.I., Mukhina Z.M., Anisimova I.N., Demurin Y.N., Goryunova S.V. Refinement of Rf1-gene localization and development of the new molecular markers for fertility restoration in sunflower. Mol. Biol. Rep. 2023;50(9):7919-7926. DOI: 10.1007/s11033-023-08646-4 EDN: UXRZDF
112. Škorić D., Jocić S., Sakač Z., Lečić N. Genetic possibilities for altering sunflower oil quality to obtain novel oils. Can. J. Physiol. Pharm. 2008;86(4):215-221. DOI: 10.1139/Y08-008
113. Sykes T., Yates S., Nagy I., Asp T., Small I., Studer B. In silico identification of candidate genes for fertility restoration in cytoplasmic male sterile perennial ryegrass (Lolium perenne L.). Genome Biol. Evol. 2017;9(2):351-362. DOI: 10.1093/gbe/evw047
114. Talukder Z.I., Ma G., Hulke B.S., Jan C.C., Qi L. Linkage mapping and genome-wide association studies of the Rf gene cluster in sunflower (Helianthus annuus L.) and their distribution in world sunflower collections. Front. Genet. 2019;10:216. DOI: 10.3389/fgene.2019.00216 EDN: QLRVAP
115. Tyagi V., Dhillon S.K. Cytoplasmic effects on combining ability for agronomic traits in sunflower under different irrigation regimes. SABRAO J. Breed. Genet. 2016;48(3):295-308.
116. Tyagi V., Dhillon S.K., Kaur G., Kaushik P. Heterotic effect of different cytoplasmic combinations in sunflower hybrids cultivated under diverse irrigation regimes. Plants. 2020;9(4):465. DOI: 10.3390/plants9040465 EDN: GAFHLC
117. Unrau J. Heterosis in relation to sunflower breeding. Sci. Agric. 1947;27:414-427.
118. Vrânceanu V.A., Stoenescu F.M. Gene for pollen fertility restoration in sunflowers. Euphytica. 1978;27:617-627. DOI: 10.1007/BF00043193 EDN: ZVFJVS
119. Wang D.-X., Cui L.-J., Jan C.C. Establishment of new cytoplasmic male sterility by introduction of cytoplasm from wild species in sunflower. Chinese J. Oil Sci. 2007;29:416-419.
120. Whelan E.D.P. A new souce of cytoplasmic male sterility in sunflower. Euphytica. 1980;29:33-46. DOI: 10.1007/BF00037247 EDN: IZEIIY
121. Whelan E.D.P., Dedio W. Registration of sunflower germplasm composite crosses CMG-1, CMG-2 and CMG-3. Crop Sci. 1980;20(6):832. DOI: 10.2135/cropsci1980.0011183X002000060066x
122. Yue B., Vick B.A., Cai X., Hu J. Genetic mapping for the Rf1 (fertility restoration) gene in sunflower (Helianthus annuus L.) by SSR and TRAP markers. Plant Breed. 2010;129:24-28. DOI: 10.1111/j.1439-0523.2009.01661.x EDN: NZGLIL
Выпуск
Другие статьи выпуска
В статье представлены данные по исследованию и использованию сибирского генофонда ржи для создания сортов озимой ржи, получения озимой тритикале и трансгрессивных форм озимой мягкой пшеницы, превышающих стандартные сорта по урожайности и другим хозяйственно важным признакам и свойствам. В результате селекционной работы созданы конкурентоспособные сорта озимой ржи двух уровней плоидности (2 n = 14, 2 n = 28), сочетающие в одном генотипе высокую зимостойкость, устойчивость к полеганию, урожайность, качество зерна, а также адаптивность к биотическим и абиотическим стрессам. Для использования в селекционном процессе в условиях Сибири наиболее перспективен сорт озимой ржи Короткостебельная 69. Путем перевода его на тетраплоидный уровень создан зимостойкий, продуктивный, устойчивый к полеганию сорт Тетра короткая, районированный по Западно-Сибирскому и Восточно-Сибирскому регионам. Использование сорта Короткостебельная 69 в отдаленной гибридизации позволило получить зимостойкие короткостебельные сорта озимой тритикале Сирс 57 и Цекад 90 с продуктивностью свыше 6.0 т/га. На основе селекционной линии тритикале ЛМК 462, включающей в родословную сорт Короткостебельная 69, создан сорт озимой мягкой пшеницы Новосибирская 3 с повышенным уровнем зимостойкости.
Устойчивость к грибным патогенам - одно из важнейших направлений селекции земляники садовой ( Fragaria ×ananassa Duch.). Генетически детерминированная устойчивость позволит минимизировать использование химических средств защиты и повысит качество получаемой продукции. В настоящем исследовании представлены результаты молекулярного скрининга гибридных сеянцев земляники садовой по локусам резистентности к мучнистой росе ( 08 To-f ), антракнозу ( Rca2 ) и фитофторозу ( Rpf1 ) для идентификации форм с комплексной устойчивостью к этим патогенам. В анализируемых комбинациях скрещивания количество сеянцев, совмещающих в генотипе локусы устойчивости 08 To-f и Rpf1, варьировало от 9.3 % (Былинная × Фейерверк) до 30.3 % (Олимпийская надежда × Былинная) при среднем по комбинациям значении 17.2 %. В комбинации скрещивания Былинная × Олимпийская надежда генотип 08 To-f + Rpf1 имеют сеянцы 61-5 и 61-6; в комбинации Былинная × Фейерверк - сеянцы 62-6, 62-33, 62-34, 62-41; в комбинации Олимпийская надежда × Былинная - гибриды 65-1, 65-8, 65-11, 65- 14, 65-16, 65-17, 65-21, 65-22, 65-30, 65-35; в комбинации Привлекательная × Былинная - формы 72-17, 72-27, 72-35, 72-59, 72- 88; в комбинации Фейерверк × Былинная - сеянцы 69-5, 69-6, 69-7, 69-8, 69-11, 69-35, 69-36, 69-40, 69-47. Количество сеянцев с генотипом 08 To-f + Rca2 составило 18.7 % в комбинации Malwina × Tea (гибриды 3/4-2, 3/4-8, 3/4-17, 3/4-23, 3/4-24, 3/4-31) и 27.5 % в комбинации Florence × Faith (гибриды 3/9-3, 3/9-6, 3/9-11, 3/9-22, 3/9-24, 3/9-25, 3/9-28, 3/9-30, 3/9-33, 3/9-34, 3/9-40). Среднее количество гибридов с генотипом 08 To-f + Rca2 по комбинациям составило 23.1 %. Указанные сеянцы являются перспективными генетическими источниками комплексной устойчивости к мучнистой росе и фитофторозу, мучнистой росе и антракнозу.
На протяжении многих лет рак рассматривался как такое же универсальное заболевание, как инфекционное, метаболическое или генетическое. С момента признания открытия вируса саркомы Рауса широкое распространение получила концепция вирусного происхождения опухолей. Впоследствии выяснилось, что раковые заболевания характеризуются высоким уровнем нестабильности генома, которая связана с повышенной частотой мутаций, вызываемых как онкогенными вирусами, так и различными канцерогенными факторами. Мутационная теория оставалась основной парадигмой, объясняющей канцерогенез, обусловленный мутациями ДНК. Однако еще много лет назад предполагалось, что опухолевый фенотип вполне может сформироваться также и за счет эпигенетических изменений. Исследования, проведенные за последние годы, продемонстрировали важность эпигенетических механизмов на различных стадиях развития рака, что явилось основанием для признания эпигенетической дисрегуляции при раке ключевым фактором злокачественности. Эпигенетические изменения модифицируют хроматин и механизмы, влияющие на регуляцию генов без изменения последовательности нуклеотидов в ДНК. Эти механизмы, включая широкий круг процессов, таких как метилирование ДНК, посттрансляционные модификации гистонов и регуляция, опосредованная некодирующими РНК, модулируют биологические события, которые имеют решающее значение для развития рака. Многие из признаков рака (злокачественное самообновление, блокада дифференцировки, уклонение от гибели клеток и тканевая инвазия) находятся под глубоким влиянием изменений в эпигеноме. Растущее количество фактических данных свидетельствует о том, что механизмы эпигенетической модификации, нарушенные при раке, могут быть мишенями при лечении онкозаболеваний.
Дождевой червь Eisenia altaica (Perel, 1968) - один из узкоареальных эндемиков Алтая. Он обитает на севере Республики Алтай в долине р. Катунь. В данном исследовании мы получили образцы E. altaica с юга Алтайского края. Мы секвенировали ДНК образца E. altaica методом Illumina, собрали и проанализировали его митохондриальный геном. Митохондриальный геном собран в виде непрерывного контига длиной 15,248 п. н. Он содержал типичный для дождевых червей набор генов, кодирующих белки, рибосомальную и транспортную РНК. Все гены располагались на одной цепи ДНК. AT-состав митохондриального генома (за исключением АТ-тракта) - 62.7 %. Белок-кодирующие гены nd4 и nd4l перекрывались на 7 пар нуклеотидов. Выявлено, что ATG является единственным старт-кодоном. Шесть белок-кодирующих генов ( cox1, atp8, cox3, nd6, nd1 и nd2 ) обладали укороченным стоп-кодоном (Т’). Филогенетический анализ, проведенный для видов рода Eisenia на основании полных митохондриальных геномов, показал, что виды E. altaica и E. tracta родственны к одной из ветвей линий комплекса E. nordenskioldi ( E. nor-denskioldi sensu stricto ). Это указывает на необходимость дробления комплекса E. nordenskioldi. Также близость алтайских эндемиков к комплексу E. nordenskioldi может свидетельствовать о том, что центр видообразования сибирской ветви рода Eisenia находится на Алтае. Контрольный регион мтДНК содержит тракт микросателлита АТ длиной более 150 п. н., который не мог быть собран полностью. Мы провели поиск микросателлитов в митохондриальных геномах других видов дождевых червей и обнаружили, что микросателлит АТ встречается в контрольных регионах представителей других видов, родов и семейств дождевых червей, в то время как другие микросателлиты там не найдены, что указывает на особую роль именно этого типа повторов в функционировании контрольных регионов.
Издательство
- Издательство
- НИИТПМ
- Регион
- Россия, Новосибирск
- Почтовый адрес
- 630089, г. Новосибирск, ул. Б. Богаткова, 175/1, Метро "Золотая нива", Автобус "Молодежная, Кошурникова"
- Юр. адрес
- 630090, г. Новосибирск, пр-т Академика Лаврентьева, 10
- ФИО
- Рагино Юлия Игоревна (Руководитель)
- Контактный телефон
- +7 (383) 3730981
- Сайт
- https://iimed.ru/